Welche Tests erbringen den Nachweis/welche Tests existieren?

31.01.2020 | Veröffentlicht in Ausgabe 02-2020

doi: 10.17147/asu-2002-8367

Tabelle 1: Wichtige Genotoxizitätstests in vitro und in vivo

Genotoxizitätstest Testung der Genotoxizität dient der Aufklärung des kanzerogenen Potenzials und der Induktion von vererbbaren Mutationen. Die drei wichtigsten genetischen Endpunkte, nämlich Genmutationen, Klastogenität und Aneugenität, müssen hinreichend erfasst werden. Auf eine entsprechende Metabolisierung der Substanz ist zu achten, um auch indirekte Genotoxizität aufzeigen zu können. Tests zur Erfassung der Zellteilung und der Zytotoxizität sowie das Mitführen positiver Kontrollen als Nachweis der adäquaten Testung sind unabdingbar. Gerlinde Schriever-Schwemmer, Patricia Kreis

Begriffe

Mutagenität ist die Fähigkeit einer Substanz (Chemikalie), Veränderungen in der DNA-Sequenz hervorzurufen. Diese Veränderung wird Mutation genannt. Mutationen können in jedem Organismus und jedem Zelltyp auftreten und werden bei der Zellteilung an die Tochterzelle weitergegeben. Die Art und Lage der Mutation bestimmt über das Schicksal der Zelle.

Genotoxizität ist die Fähigkeit einer Substanz (Chemikalie), Veränderungen im genetischen Material von Zellen auszulösen. Mit dem Begriff „genetisches Material“ sind sowohl DNA-Moleküle und Chromosomen als auch Strukturen gemeint, die für die korrekte Weitergabe der genetischen Informationen verantwortlich sind. Die Veränderungen im genetischen Material können zu Mutationen führen oder die Fehlerrate bei der Verdopplung der DNA bei jeder Zellteilung erhöhen. Die Genotoxizität ist somit nicht notwendigerweise mit einer Mutagenität verbunden. Jede mutagen wirkende Substanz wirkt genotoxisch, jedoch nicht jede genotoxisch wirkende Substanz ist mutagen.

Neben der Mutagenität wird dabei auch die klastogene und aneugene Eigenschaft untersucht.

Als klastogen wird die Substanz bezeichnet, wenn sie Chromatiden- und Chromosomenbrüche hervorruft;

als aneugen, wenn Fehlverteilungen von ganzen Chromosomen bei der Zellteilung auftreten;

als mutagen, wenn eine Punktmutation, also der Austausch einer Base in der DNA-Sequenz, bzw. eine Leserastermutation, also ein Verschieben des Leserasters für das Aminosäure-kodierende Triplett, aus der Deletion oder Insertion einer oder mehrerer Basen stattgefunden hat.

Testsysteme

Unter Genotoxizitätstests werden sowohl Tests verstanden, die Gen-, Chromosomen- oder Genommutationen erfassen, als auch Indikatortests, die andere Effekte, wie zum Beispiel primäre DNA-Schäden, Reparatur- und Rekombinationsereignisse messen, die in einer mechanistischen Beziehung zum Prozess der Mutagenese stehen und häufig parallel zu Mutationen induziert werden. Genotoxizitätstests unterscheiden sich folglich hinsichtlich des genetischen Endpunkts (Genmutation, Chromosomenaberration, DNA-Reparatur etc.), aber auch hinsichtlich der verwendeten Zielzellen (Bakterien, kultivierte Säugerzellen, Knochenmarkszellen etc.) und der Berücksichtigung des Metabolismus (Einsatz von S9-Mix, Hepatozyten, Labortieren etc.). Zudem ist die Unterscheidung zwischen In-vitro-Tests (Bakterien, Säugerzellkulturen etc.) und In-vivo-Tests (Tierversuche) von praktischer Bedeutung. Von In-vivo-Tests an somatischen Zellen (Knochenmark, Blut, Leber etc.) sind Keimzelltests (z.B. Tests an Zellen der Keimbahn oder an Nachkommen exponierter Versuchstiere) abzugrenzen.

In vielen Fällen existieren Prüfrichtlinien nach OECD (Organisation für wirtschaftliche Zusammenarbeit und Entwicklung) für die Testdurchführung, um eine Vereinheitlichung, Vergleichbarkeit, Reproduzierbarkeit und bessere Bewertbarkeit der Tests zu gewährleisten (OECD 2019; ➥ Tabelle 1).

In-vitro-Genotoxizitätstests

Mutagenität

Mit Mutagenitätstests werden im Unterschied zu den übrigen Genotoxiziätstests in vitro DNA-Sequenzveränderungen erfasst.

Salmonella-Mutagenitätstest: Die bakteriellen Mutagenitätstests beruhen auf dem Prinzip der Rückmutation, also der Wiederherstellung einer verloren gegangenen, überlebensnotwendigen Funktion (Histidinsynthese). Positive Ergebnisse geben einen Hinweis auf ein mutagenes Potenzial (Induktion von Genmutationen) der Testsubstanz, das in weiteren Tests mit Säugerzellen abzuklären ist. Es stehen verschiedene Salmonella-Stämme zur Verfügung, die spezifisch auf Basenpaarsubstitutionen (TA100, TA1535) oder Leserastermutationen (TA97, TA98, TA 1537, TA1538) ansprechen. Die Stämme TA102 und TA104 sprechen auf beide Arten von Mutationen an und sind besonders empfindlich gegenüber oxidativ wirkenden Mutagenen.

Bei den Säugerzellen-Mutagenitätstests kommt es durch eine mutagen wirkende Substanz zu Vorwärtsmutationen, das heißt zum Verlust einer lebenswichtigen Funktion. In den gängigen Mutagenitätstests geht eine bestimmte Enzymaktivität verloren; diese wird mit Hilfe von Selektionsverfahren dazu verwendet, um die Mutanten von den nichtmutierten Zellen zu unterscheiden:

In-vitro-Genmutationstest am Hprt- und Xprt-Gen von Säugetierzellen: Das betroffene Enzym in diesem Test ist die Hypoxanthin- bzw. Xanthin-Guanin-Phosphoribosyltransferase (HPRT- bzw. XPRT-Test). Der HPRT-Test erfasst vor allem Basenpaarsubstitutionen, Leserastermutationen und kleine, auf das hprt-Gen beschränkte Deletionen und Insertionen. Die am häufigsten verwendeten Zelllinien für den HPRT-Test sind CHO, CHL, V79-Zellen des Chinesischen Hamsters sowie L5178Y-Mauslymphomzellen und die humane TK6-Zelllinie. Klar positive Befunde weisen eindeutig auf ein mutagenes Potenzial der Testsubstanz hin.

In-vitro-Genmutationstest am Thymidin-Kinase-Gen von Säugetierzellen (TK±-Test): Dieser Test dient dem Nachweis von induzierten Genmutationen am autosomalen TK-Locus, dem Gen der Thymidin-Kinase, in heterozygoten (TK^±) Zellen. TK-defiziente Zellen können in einem Selektionsmedium wachsen, das Trifluorthymidin (TFT) enthält. Im Unterschied zum HPRT-Test führen auch Multilocusdeletionen und chromosomale Deletions- und Rekombinationsereignisse zu TFT-resistenten Kolonien. Solche Mutationen führen im Gegensatz zu den im Wesentlichen auf das TK-Gen beschränkten Mutationen, die große Kolonien mutierter Zellen hervorrufen, zu kleinen, langsam wachsenden Kolonien. Die getrennte Erfassung kleiner und großer Kolonien ist für die Beurteilung des Testergebnisses wichtig, da sie einen Hinweis darauf gibt, ob hauptsächlich Genmutationen oder chromosomale Veränderungen (klastogene Effekte) induziert wurden. Wegen dieser Besonderheit (Nachweis vererbbarer klastogener Effekte an einem bestimmten Genlocus) stellt der TK^±-Test eine Kombination von Genmutations- und Chromosomenmutationstest dar. Es gibt jedoch auch Hinweise darauf, dass nicht zwangsläufig aus der Koloniegröße auf den zugrunde liegenden genotoxischen Mechanismus geschlossen werden kann.

Ein positives Testergebnis in einem adäquat durchgeführten Test zeigt ein mutagenes oder klastogenes Potenzial in vitro.

In-vitro-Genmutationstest am Pig-a-Gen von Säugetierzellen (Pig-a-Test): Dieser Test weist Mutationen im X-chromosomalen Pig-a (Phosphatidylinositolglycan, Klasse a)-Gen nach. Das Pig-a-Gen kodiert eine katalytische Untereinheit bei der Synthese von GPI (Glycosylphosphatidylinositol)-Ankerproteinen. Fehlen diese so genannten Ankerproteine, zum Beispiel CD55, CD48 und CD59, auf der Zelloberfläche humaner lymphoblastoider TK6-Zellen oder L5178Y/TK^±-Mauslymphomzellen oder werden nur reduziert exprimiert, kann dies im Flow Cytometer mittels Antikörper gegen diese Ankerproteine nachgewiesen werden. Die neue OECD-Prüfrichtlinie beinhaltet neben der In-vivo-Methode auch die In-vitro-Methode und wird voraussichtlich 2020 abgeschlossen (OECD Draft 2019, s. „Weitere Infos“).

Klastogenität/Aneugenität

Test auf chromosomale Aberrationen: Mit diesem Test werden strukturelle Chromosomenaberrationen (klastogene Effekte) in der ersten Mitose nach der Behandlung mit der Prüfsubstanz analysiert. Die Analyse erfolgt in Zellen, die sich in der Metaphase befinden, da die Chromosomen in diesem Mitosestadium sehr kompakt vorliegen und die Struktur gut untersucht werden kann. Es ist ein wichtiger In-vitro-Genotoxizitätstest zur Beurteilung eines klastogenen Potenzials.

Mikronukleustest: Es werden Mikronuklei in Zellen analysiert, die nach der Behandlung mit der Prüfsubstanz eine Zell- bzw. Kernteilung durchlaufen haben. Mikronuklei enthalten entweder azentrische Fragmente (als Folge von Chromosomenbrüchen) oder ganze Chromosomen (als Folge von Chromosomenfehlverteilungen).

Um zu gewährleisten, dass die ausgewerteten Zellen tatsächlich (nur) eine Teilung nach der Behandlung durchlaufen haben, kann den Kulturen Cytochalasin B (CytB) zugesetzt werden, das die Zellteilung nach erfolgter Kernteilung unterbindet. Die Auswertung wird dann nur an zweikernigen Zellen vorgenommen.

Die Unterscheidung zwischen der Induktion von Chromosomenbrüchen (klastogener Effekt) und Chromosomenfehlverteilungen (aneugener Effekt) ist mit Zusatzuntersuchungen durch den Nachweis von Zentromeren durch CREST-Antikörper oder Fluoreszenz-in-situ-Hybridisierung mit spezifischen DNA-Sonden, „FISH“-Technik, möglich.

Der Mikronukleustest ist ein wichtiger In-vitro-Genotoxizitätstest zur Beurteilung eines klastogenen Potenzials, der den In-vitro-Chromosomenaberrationstest zunehmend ablöst. Bei einem positiven Ergebnis sollte immer die Möglichkeit eines aneugenen Effekts bedacht werden. Dazu sind entsprechenden Zusatzuntersuchungen durchzuführen.

Indikatortests

Mit Indikatortests werden Veränderungen in den behandelten Säugetierzellen untersucht, die in engem Zusammenhang mit der Entstehung von Mutationen stehen, wie beispielsweise DNA-Strangbrüche. Positive Befunde in den Indikatortests sollten nur im Zusammenhang mit anderen Genotoxizitätstests beurteilt werden.

SCE-Test (Schwesterchromatidaustausch): SCEs repräsentieren keine Chromosomenaberrationen, das heißt keine klastogenen Effekte, sondern intrachromosomale Rekombinationsereignisse an geschädigter DNA. Eine Induktion von SCE kann auf einer direkten Interaktion der Testsubstanz mit der chromosomalen DNA oder auf einer indirekten Störung der DNA-Replikation basieren. Es wird die Häufigkeit von SCEs in Metaphasechromosomen von kultivierten Säugerzellen analysiert, die nach der Behandlung mit der Testsubstanz zwei Zellzyklen in Gegenwart von Bromdesoxyuridin (BrdU) durchlaufen haben. Bei diesen so genannten „zweiten Mitosen“ können die beiden Schwesterchromatiden durch den Einbau von BrdU voneinander unterschieden werden. Der Test verliert zunehmend an Bedeutung, da die zugrunde liegenden Mechanismen unklar sind. Die OECD-Prüfrichtlinie ist mittlerweile nicht mehr gültig.

Tests auf Induktion von DNA-Strangbrüchen:

Es werden DNA-Einzelstrangbrüche und -Doppelstrangbrüche nachgewiesen, die entweder direkt durch das genotoxische Agens gebildet werden oder die während der Reparatur von DNA-Schäden oder durch die Umwandlung von DNA-Schäden in Strangbrüche unter den alkalischen Analysebedingungen (sog. alkalilabile Stellen) entstehen. Die Tests zum Nachweis von DNA-Strangbrüchen können zusätzlich mit dem Einsatz von isolierten DNA-Reparaturenzymen kombiniert werden. Da ein Effekt in diesen Tests in der Regel auf einem (unbekannten) Spektrum verschiedener Primärläsionen beruht und eine Differenzierung in Einzel- und Doppelstrangbrüche in der Praxis nicht erfolgt, ist eine Aussage zum mutagenen beziehungsweise klastogenen Potenzial der Testsubstanz nicht möglich. Auch die Stärke des Effekts erlaubt keinen Rückschluss auf die Mutagenität oder Klastogenität. Durch den zusätzlichen Einsatz von DNA-schadenspezifischen Endonukleasen ist ein spezifischer Nachweis verschiedener DNA-Basenschäden möglich.

Mittels Comet-Assay werden Strangbrüche anhand einer veränderten Beweglichkeit der chromosomalen DNA im elektrischen Feld durch Einzelzell-Gelelektrophorese unter alkalischen Bedingungen erfasst. Der Comet-Assay ist ein Indikatortest auf primäre DNA-Schäden. Der In-vitro-Comet-Assay dient hauptsächlich als Suchtest („Screening“) an Säugerzellen.

Mittels alkalischer Elution werden Strangbrüche durch Messung der Elutionsgeschwindigkeit der DNA durch ein kleinporiges Membranfilter unter alkalischen Bedingungen erfasst. Es existieren Varianten des Tests, mit denen alkalilabile Stellen, DNA-DNA- und DNA-Protein-Crosslinks nachgewiesen werden können.

Mittels alkalischer Entwindung werden Strangbrüche durch selektiv von DNA-Bruchstellen ausgehender Entwindung doppelsträngiger DNA unter schwach alkalischen Bedingungen erfasst.

Test auf kovalente DNA-Bindung: Hierbei handelt es sich um einen Indikatortest für eine DNA-Reaktivität der Substanz beziehungsweise ihrer Metaboliten mittels DNA-gebundener Radioaktivität oder mittels ³²P-Postlabelling. Eine Aussage über das mutagene Potenzial der Testsubstanz lässt ein positives Ergebnis in der Regel nicht zu.

UDS in vitro: Es wird die durch DNA-Schäden ausgelöste DNA-Reparatursynthese anhand des Einbaus radioaktiver DNA-Bausteine (meistens ³H-Thymidin) in Zellen, die sich nicht in der S-Phase des Zellzyklus befinden, autoradiographisch gemessen („unscheduled DNA synthesis“, UDS). Es handelt sich um einen wichtigen Indikatortest auf eine chemische Modifikation der DNA (z.B. Adduktbildung, Oxidation) durch eine Substanz beziehungsweise deren Metaboliten.

In-vivo-Genotoxizitätstests

Tests an Soma- und Keimzellen

Mutagenität

In-vivo-Genmutationstest an Soma- und Keimzellen transgener Ratten und Mäuse: Dieser Test erkennt Genmutationen an einem Reportergen, wie LacZ oder LacI in genomischer DNA, die aus allen Organen einschließlich der Testes der behandelten transgenen Tiere isoliert werden kann. Inzwischen ist ein weiterer Genmutationstest mit dem endogenen Reportergen Pig-a entwickelt worden. Die Methode zum Pig-a-Test ist oben unter den In-vitro-Genotoxizitätstests näher beschrieben. Dieser Test ist sowohl im Tier (Ratte, Maus, Affe) als auch beim Menschen anwendbar und erlaubt den Vergleich der Daten zwischen Tier und Mensch (OECD Draft 2019, s. „Weitere Infos“).

Außer im transgenen System war es bisher nur im sehr aufwändigen Fellfleckentest an der Maus möglich, in vivo Chemikalien auf Mutagenität direkt zu überprüfen. In diesem Test werden Genmutationen und Rekombinationsereignisse in embryonalen Melanoblasten der Maus als regionale Farbänderungen im Fell der in utero (pränatal) behandelten Mäuse erkannt. Es handelt sich um einen somatischen In-vivo-Mutationstest. Dieser wird inzwischen nicht mehr durchgeführt.

Klastogenität/Aneugenität: Mikronukleustest: Grundsätzlich werden Mikronuklei nur in Zellen gefunden, die nach der Behandlung mit der Prüfsubstanz eine Zellteilung durchlaufen haben. In der Regel werden polychromatische (junge) Erythrozyten im Knochenmark oder in peripherem Blut untersucht, die den Hauptkern ausgestoßen haben. Der Mikronukleustest lässt sich aber auch mit kernhaltigen Zellen durchführen, beispielsweise mit Hepatozyten, Darmepithelzellen oder frühen Spermatiden. Weitere Einzelheiten sind unter In-vitro-Genotoxizitätstests beschrieben.

Test auf chromosomale Aberrationen: Es werden strukturelle Chromosomenaberrationen (klastogener Effekt) in der ersten Mitose nach der Behandlung mit der Prüfsubstanz analysiert, zum Beispiel im Knochenmark, in differenzierenden Spermatogonien oder auch in der ersten embryonalen Furchungsteilung. Einmalige Behandlung ist unabdingbar, um diesem Prinzip gerecht zu werden. Die unterschiedliche Zellzyklusdauer der Gewebezellen ist zu berücksichtigen bei der Wahl von 2–3 Aufarbeitungszeitpunkten. Ionisierende Strahlen und nur wenige Chemikalien (z.B. Bleomycin) haben eine DNA-Synthese-unabhängige klastogene Wirkung. Die meisten Chemikalien sind DNA-Synthese-abhängig.

Indikatortests: Die häufigsten Indikatortests in vivo sind der SCE-Test, der Comet-Assay und der UDS-Test. Das Prinzip und die Durchführung sind bei den In-vitro-Genotoxizitätstests beschrieben.

Tests an Keimzellen

Alle oben genannten In-vivo-Tests können auch in Keimzellen durchgeführt werden. Zusätzlich existieren spezielle Tests an Keimzellen, wie der Dominant-Letaltest und der erbliche Tranklokationstest (Yauk et al. 2015).

Der Dominant-Letaltest ist ein indirekter Keimzelltest für die klastogene Wirkung eines Stoffes. Untersucht werden die Uteri trächtiger Weibchen, die mit behandelten Männchen verpaart wurden. Chromosomale Aberrationen in Spermien führen nach der Befruchtung zum Absterben der Embryonen etwa zum Zeitpunkt der Einnistung in die Uterusschleimhaut und bilden so genannte Deziduomata (dunkle, erhabene Resorptionsstellen in der Uteruswand, bestehend aus abgestorbenen Endometrium- und Embryozellen). Es werden früh und spät abgestorbene Embryonen unterschieden. Letztere sind an dem Vorhandensein der Augenanlagen zu erkennen. Der Dominant-Letaltest dient dazu, Keimzellmutagene zu identifizieren oder Effekte in verschiedenen Spermatogenesestadien zu charakterisieren. Der Test kann mit Mäusen oder Ratten mit konstanter, nicht zu kleiner Wurfgröße durchgeführt werden.

Der Test auf erbliche Translokationen erkennt Chromosomenaberrationen, die mit dem Überleben der Embryonen vereinbar sind. Dazu gehören reziproke Translokationen, Robertson’sche Translokationen und Inversionen. Nachkommen, die von den behandelten Elterntieren (in aller Regel den Vätern) derartige Chromosomenveränderungen geerbt haben, zeigen reduzierte Fertilität, das heißt, sie sind semisteril oder steril. Die Fertilitätsprüfung der Nachkommen (F1-Tiere) wird eingesetzt, um die Translokationsträger zu erkennen. Ein zytogenetischer Nachweis der Translokation ist für jedes F1-Tier mit reduzierter Fertilität wünschenswert.

Negative Ergebnisse in diesen Tests sprechen einen Stoff nicht a priori vom Verdacht der Keimzellmutagenität frei, wenn es sich um einen Stoff handelt, der vorwiegend Genmutationen hervorruft.

Da die zuvor genannten Tests nur noch selten (DLT) oder gar nicht mehr (erblicher Translokationtest) durchgeführt werden, ist inzwischen eine OECD-Prüfrichtlinie für den Chromosomenaberrationstest in Spermatogonien (Marchetti et al. 2018) erstellt worden. Für diesen Test gelten im Prinzip die gleichen Aussagen wie für den Chromosomenaberrationstest an Somazellen. Zu beachten ist, dass die gesamte Dauer des Spermatogenesezyklus abzudecken ist.

Bewertung der Ergebnisse der Genotoxizitätstests

Eine Genotoxizitätstestung muss sicherstellen, dass die drei wichtigsten genetischen Endpunkte, nämlich Genmutationen, Klastogenität und Aneugenität, hinreichend erfasst werden.

Einflussfaktoren

Metabolische Aktivierung: Zahlreiche Substanzen müssen metabolisch aktiviert werden, um ihre genotoxische Wirkung zu entfalten. Da den für die In-vitro-Tests eingesetzten Bakterien und vielen Säugerzellen häufig wichtige fremdstoffmetabolisierende Enzyme fehlen, ist bei der Testdurchführung die Zugabe eines metabolischen Aktivierungssystems notwendig. Dies ist in der Regel der so genannte „S9-Mix“, hergestellt aus Lebern von Ratten, die mit Enzyminduktoren für Cytochrom-P450-abhängige Monooxygenasen behandelt worden sind, sowie den für die enzymatischen Reaktionen notwendigen Kofaktoren. Daneben sind weitere Enzyme wie die Epoxidhydrolase, die UDP-Glucuronosyltransferasen und die Cytochrom-P450-Reduktase enthalten. Nachteile des S9-Mixes ist seine zytotoxische Wirkung auf die Zellen. Auch muss bedacht werden, dass die Aktivierung der Testsubstanz außerhalb der Zelle erfolgt und ein Transport in den Zellkern notwendig ist, um dort genotoxisch zu wirken.

Es ist auf eine entsprechende metabolische Aktivierung der Substanz zu achten, um auch indirekte Genotoxizität aufzeigen zu können.

Adäquate Testung – Zellteilung, Zytotoxizität, Mitführen positiver Kontrollen: Die Bestimmung zytotoxischer Wirkungen und deren Relevanz für die Bewertung der Ergebnisse sind von Bedeutung, um falsch-negative und falsch-positive Ergebnisse herausfiltern zu können. Die OECD-Prüfrichtlinien enthalten nähere Erläuterungen zu jedem Test. Ohne den Nachweis eines funktionierenden Testsystems durch Mitführen positiver Kontrollen beziehungsweise der stattgefundenen Zellteilungen sind In-vitro- und auch In-vivo-Tests nicht aussagekräftig.

Bewertung

Für die Bewertung müssen stets die Ergebnisse aus einer Kombination mehrerer Tests herangezogen werden. Ergebnisse aus Indikatortests allein reichen nicht aus. Die Daten aus Genotoxizitätstests an Somazellen in vivo und in vitro stellen wichtige Informationen für die Klassifizierung kanzerogener beziehungsweise potenziell kanzerogener Stoffe dar.

Bei der Bewertung von In-vitro-Genotoxizitätstests muss immer berücksichtigt werden, dass es sich um einzelne Zellen handelt, an denen geprüft wird. Falsch-positive Resultate, die beispielsweise durch unphysiologische pH-Werte, Substanzpräzipitation oder starke Zytotoxizität bei In-vitro-Versuchen an chromosomalen Endpunkten erhalten wurden, haben sich bei weiterer Prüfung als nicht relevant herausgestellt. Somit ist die Übertragung der In-vitro-Ergebnisse auf den intakten Organismus nicht zwingend möglich. Die In-vitro-Tests liefern ein erstes Bild über das genotoxische Potenzial einer Testsubstanz, um es in vivo genauer und gezielter zu untersuchen.

In vivo muss beachtet werden, ob das richtige Gewebe verwendet wird oder ob eine ausreichend hohe Konzentration im Zielgewebe von der Substanz beziehungsweise dem Metaboliten erreicht wird.

Die Bewertung der Genotoxizität einer Substanz basiert auf der kritischen Zusammenschau aller Testergebnisse, wobei neben dem reinen Testergebnis die Qualität der Testdurchführung und die Plausibilität der Befunde berücksichtigt werden muss.▪

Interessenkonflikt: Die Autorinnen geben an, dass keine Interessenkonflikte vorliegen.

Literatur

Marchetti F et al.: Identifying germ cell mutagens using OECD test guideline 488 (transgenic rodent somatic and germ cell gene mutation assays) and integration with somatic cell testing. Mutat Res Genet Toxicol Environ Mutagen 2018; 832–833: 7–18.

Yauk CL et al.: Approaches for identifying germ cell mutagens: Report of the 2013 IWGT workshop on germ cell assays (✩). Mutat Res Genet Toxicol Environ Mutagen 2015; 783: 36–54.

Mit Mutagenitätstests werden in vitro DNA-Sequenzveränderungen erfasst

Weitere Infos

OECD Draft. The in vivo erythrocyte Pig-a gene mutation assay Part 1: Detailed review paper and performance assessment. Prepared by: Heflich RH, Dertinger SD, Dobrovolsky VN et al., University of Maryland CERSI, and HESI Genetic Toxicology Technical Committee for the Organisation for Economic Cooperation and Development Working Group of the National Coordinators of the Test Guidelines Programme
https://www.oecd.org (Anm. d. Red.: Link nicht mehr gültig)

OECD Guidelines for the Testing of Chemicals, Section 4 Health Effects
https://www.oecd-ilibrary.org/environment/oecd-guidelines-for-the-testi…

Für die Autorinnen

Dr. rer. nat. Gerlinde Schriever-Schwemmer

Karlsruher Institut für Technologie (KIT)
Abteilung Lebensmittelchemie und Toxikologie
Institut für Angewandte Biowissenschaften
Kaiserstr. 12
76131 Karlsruhe

gerlinde.schriever-schwemmer@lrz.tum.de

Foto: privat